Méthodes détaillées

• Bathysonde

• Optique

• Courantométrie

• Chimie

• Pigments chlorophylliens

• Adénosine triphosphate

• Chromatographie HPLC

• Bactéries hétérotrophes

• Production primaire

• Zooplancton

• Pièges à sédiments

Bathysonde

Une bathysonde CTDO SEABIRD (SBE 9) a été utilisée pour mesurer pression, température, conductivité et oxygène dissous jusqu’à 1000db. Les précisions théoriques des capteurs sont :

-pression (Parascientific digiquartz model 4xK, 10000psi, avec correction interne de température) : 0.02% de la pleine échelle

-température (SBE 3) : 0.004°C sur un an

-conductivité (SBE 4-13) : 0.0003S/m sur un an

Avant chaque campagne, les capteurs sont étalonnés chez le constructeur. Les écarts entre les dates d’étalonnage et des campagnes sont importants pour les PROPPAC 01 et 03. Les données présentées n’ont pas été corrigées.

L'acquisition a été faite à l'aide du logiciel SEABIRD (versions 2.5 pour PROPPAC 01 à 03 et 5.3 pour PROPPAC 04). La bathysonde effectue 24 cycles de mesures par seconde et la vitesse de filage du câble est d’environ 1 m/s. Une mesure moyenne sur 24 cycles est enregistrée à la descente Les données correspondant à une remontée de la sonde (consécutive à un coup de roulis, par exemple) et à des vitesses de descente inférieures à 0.20 m/s sont ensuite éliminées. Une moyenne tous les 5 db de ces données est finalement faite. Les coupes latitude-pression (ou, pour les station en dérive, temps-pression) présentées résultent d'une interpolation des mesures sur une grille de 1 degré par 5 db (4 heures par 5 db aux stations en dérive).

Optique

Les mesures ont eu pour objectif de déterminer l’éclairement disponible pour la photosynthèse (PAR) en fonction de la profondeur et la détermination de l’épaisseur de la zone euphotique (définie par la profondeur à laquelle le PAR est réduit à 1% de sa valeur de sub-surface). Elles permettent de calculer le coefficient d’atténuation verticale (K) en vue d’estimer la profondeur du signal satellitaire en couleur de l’eau, estimée à 1/K.

Les profils de pénétration de la lumière ont été obtenus à l’aide de 2 quantamètres : un capteur plan LI-COR utilisé lors des campagnes PROPPAC 01 et 02 et de la station en dérive n°2 de PROPPAC 4, d’une part et un capteur sphérique QSP-200 Seabird (Biospherical Instruments) lors de PROPPAC 4, d’autre part. Ce dernier capteur a été monté sur le cadre de la rosette, la transmission des données se faisant par le câble conducteur de la sonde. Le rayonnement global incident est mesuré avec un pyranomètre Kipp and Zonen relié à un enregistreur et à un intégrateur TSM. La lumière visible incidente est mesurée avec un quantamètre associé à un intégrateur LI-COR.

Le PAR à chaque profondeur est calculé en pourcentage du PAR sous la surface, ce dernier n'étant pas mesuré mais estimé à partir du PAR incident. De cette façon, les valeurs de PAR sont corrigées des variations de l'éclairement incident. Le coefficient d'atténuation est déterminé graphiquement sur les droites log (PAR) = f (z), z étant la profondeur.

Intercomparaison LI-COR et QSP-200

L'intercomparaison des capteurs a été faite lors de la station en dérive n° 2 de PROPPAC 04. Les profils verticaux du PAR obtenus avec le QSP-200 sont bruités et montrent une variabilité plus importante que ceux du LI-COR du premier au dernier jour (par exemple : la profondeur du 1  varie entre 70 et 107 m). Le coefficient d'atténuation moyen du QSP-200 est inférieure (KPAR = 0.0301 m-1 ± 0.0084) à celui du LI-COR (0.0346 ± 0.0041). Les points d'inflexion sont différents de ceux du LI-COR.

Cet écart peut être attribué à une mauvaise position du QSP-200 sur le cadre de la sonde-rosette et à l'absence de correction instantanée satisfaisante de ces données pour l'éclairement incident.

Courantométrie

Les profils de courant (0-600 db) ont été construits à partir des mesures d'un courantomètre Aandera (RCM4 pour PROPPAC 01 et RCM7 pour PROPPAC 02 à 04) gréé sur un profileur (TAREQ pour PROPPAC 01 et 02 et Kiel-UBO pour PROPPAC 03 et 04) glissant librement le long d'un câble lesté et fixé sous une bouée dérivante. Le profileur descend à une vitesse moyenne de 6 m/mn. Un cycle de mesures (température, vitesse et direction du courant) est enregistré toutes les 30 secondes. Un deuxième courantomètre, fixé au bout du câble, permet de déterminer la vitesse de référence à 600 m. Cependant, ce calcul induisant du "bruit" dans les mesures, la vitesse de référence des résultats présentés est la moyenne des 3 derniers cycles de la descente du profileur.

Chimie

·        Sels nutritifs (nitrate, nitrite, phosphate)

L'analyse des sels nutritifs a été réalisée par le dosage colorimétrique automatisé à flux continu sur l'Autoanalyser II Technicon. Les échantillons ont été dosés à bord, immédiatement après le prélèvement. Le dosage se fait selon le mode opératoire de STRICKLAND et PARSONS (1972) avec les modifications suivantes :

-Pour les concentrations en nitrate < 2 micro-M et pour le nitrite, la méthode d'analyse "haute sensibilité" décrite par OUDOT et MONTEL (1988) est utilisée. La précision de la mesure du nitrate est de 0.050 micro-M (méthode classique) et 0.010 micro-M (méthode "haute sensibilité"). Pour le nitrite, la "précision" de la méthode est de 0.010 micro-M.

-A partir de la campagne PROPPAC 04, la précision de la méthode d'analyse du phosphate a été améliorée. Elle est ainsi passée de 0.050 micro-M pendant les campagnes PROPPAC 01 à 3, à 0.020 micro-M pour la campagne PROPPAC 04.

La ligne de base a été obtenue avec de l'eau de mer synthétique de salinité 35 g/l préparée avec de l'eau bidistillée et du NaCl haute pureté.

·        Azote et phosphore total dissous

Ces composés ont été dosés sur l'eau des flacons d'incubation du zooplancton, irradiée aux U.V. avec une lampe de 1500 W pendant 2h30 (méthode d'ARMSTRONG et TIBBITTS 1968). Nitrate et phosphate provenant de l'oxydation de la matière organique, ont été dosés sur Technicon, à bord.

·        Carbone et azote particulaires

L'eau a été filtrée sur Whatman GF/F (diamètre = 25 mm), grillés au préalable à 400°C pendant 12h. Le volume d'eau était d'environ 1l à PROPPAC 01 et PROPPAC 02, 2l à PROPPAC 03 et 04 pour les échantillons prélevés à la bouteille de 60 l, de 1 l pour toutes les campagnes, pour ceux de la rosette. Les analyses ont été faites à terre sur des échantillons conservés à -20°C. Un analyseur « CHN »HP 185 B a été utilisé pour la campagne PROPPAC 01 (température de combustion de 1100°C, calibrations à l'acétanilide et au cyclohexanone) et avec un appareil Perkin-Elmer 2400, pour les autres campagnes (même température de combustion).

·        Phosphore particulaire

Les échantillons ont été prélevés de la même façon que pour le "CHN" et analysés à bord. L’oxydation de la matière organique en phosphate a été obtenue par la méthode de MENZEL et CORWIN (1965) qui utilise du persulfate.

·        Oxygène dissous

On a utilisé la méthode de Winkler décrite dans STRICKLAND et PARSONS (1972) avec un dispositif de détection automatique Metrohm (titroprocesseur 686 connecté à une burette automatique de type Dosimat 665).

·         Références :

ARMSTRONG F.AJ. and TIBBITTS S., 1968 - Photochemical combustion of organic matter in sea-water, for nitrogen, phosphorus and carbon determination. Journal Manne Biological Association of United Kingdom, 48 : 143-152.

MENZEL D.W. and CORWIN N., 1965 - The measurement of total phosphorus in sea-water based on the liberation of organically bound fractions by persulfate oxidation. Limnol. Oceanogr., 10 : 280-282.

OUDOT C. and MONTEL Y., 1988 - A high sensitivity method for the determination of nanomolar concentrations of nitrate and nitrite in sea-water with a Technicon Autoanalyzer II. Marine Chemistry, 24:239-252.

STRICKLAND J. and PARSONS T., 1972 - A practical handbook of seawater analysis. Fisheries Research Board Canada, Bulletin 167 : 310 pp.

Pigments chlorophylliens

Les mesures ont été faites sur des échantillons d'eau de mer de 100 ml filtrée sur GF/F puis extraits dans le méthanol à 95%  pendant 15 à 120 minutes et analysés à bord avec un fluorimètre Tumer modèle 112 (méthode de HERBLAND et al., 1985). L'étalonnage a été fait avec de la chlorophylle « a » pure du fabricant Sigma, dosée au spectrophotomètre.

Des essais au laboratoire avec de la chlorophylle "b" (Chlb) pure Sigma ont montré que l'estimation de la chlorophylle "a" (Chla) dans un mélange [Chla + Chlb] était bonne avec la méthode employée ici, tant que Chlb < Chla. La teneur en Chla est sous-estimée de 5 à 10 %  lorsque Chlb = Chla, et d'avantage encore lorsque Chlb > Chla, ce qui ne se produit dans le milieu naturel qu'en de rares occasions, au-dessous de la couche euphotique, et uniquement dans la fraction inférieure à 1 micron (d'après les analyses de J. NEVEUX à PROPPAC 3)

Références

HERBLAND A., LE BOUTEILLER A. and RAIMBAULT P., 1985 - Size distribution of phytoplankton biomass in the Equatorial Atlantic Ocean. Deep-Sea Res., 32 : 819-836

Adénosine triphosphate (ATP)

La méthode est dérivée de celle de HOLM-HANSEN et BOOTH (1966). 500 ml d'eau de mer sont filtrés sur Millipore HA de 0,45 microns (diamètre = 47 mm) et l'extraction dans 5 ml de TRIS a lieu immédiatement à bord. Les extraits sont conservés à -20°C dans des fioles fermées jusqu'au moment de l'analyse. Celle-ci est faite avec un luminomètre LKB, les calibrations se faisant avec de l'ATP de marque Sigma.

Références :

HOLM-HANSEN 0. and BOOTH C.R., 1966 - The measurement of Adenosine Triphosphate in the ocean and its ecological significance. Limnol. Oceanogr., 11 : 510-519.

Chromatographie HPLC

Méthode de H.HIGGINS

Des échantillons de 5 à 7 l ont été filtrés sur filtres GF/F de 47 mm (vide de 60 mm Hg) et conservés dans l’azote liquide. L’analyse HPLC se fait par la méthode de WRIGHT et SHEARER (1984). La composition de la population phytoplanctonique a été éstimée à partir des données de pigments selon EVERITT et al. (1990) et vérifiée au microscope par G. HALLEGRAEFF.

Références

EVERRIT D.A., WRIGHT S.W., VOLKMAN J.K., THOMAS D.P. and LINDSTROM EJ.. 1990 - Phytoplankton community composition in the western equatorial Pacific determined from chlorophyll and carotenoid pigment distribution. Deep-Sea Res., 37 56A) : 975-997.

WRIGHT S.W. and SHEARER J.D., 1984 - Rapid extraction and high performance liquid chromatography of chlorophylls and carotenoids from marine phytoplankton. Journal of Chromatography, 294 : 281-295.

Bactéries hétérotrophes

Traitement des échantillons destinés aux observations en épifluorescence

Dans les minutes qui suivent leur arrivée au laboratoire, les échantillons sont fixés avec du formol (concentration finale : 1% , exception faite de PROPPAC 03 où il n'y a pas eu de fixation). On filtre aussitôt 100 ml d'eau sur filtre Nuclepore (diamètre 25 mm, porosité 0.2 microns) précoloré au noir d'Irgalan. La dépression de filtration est toujours inférieure à 125 mm Hg. Le vide est interrompu avant assèchement des filtres. Ceux-ci sont placés à l'obscurité sur des plateaux porte-filtre. Ceux qui seront comptés à terre sont aussitôt congelés à -20°C. Le microscope utilisé est un appareil Wild-Leitz Dialux 20, muni d'un Ploemopak pour l'observation en épifluorescence. Le brûleur est un HBO 50. Le filtre d'excitation est un I₂, (450-490 nm). Les cellules sont comptées sur 20 à 60 champs. Les effectifs comptés dépassent 200 pour le taxon le plus important. Si les effectifs du taxon le moins important n'atteignent pas 50, on continue le comptage jusqu'à ce que ce nombre soit atteint sans dépasser cependant l'observation de 80 champs. La précision de comptage est différente selon les taxons : au moins 200 cellules comptées (C.V. = 8 %, n = 3) pour le taxon le plus important et au moins 50 (C.V. = 22 %, n = 3) pour le taxon mineur. Le nombre d'organismes par unité de volume est déterminé par la formule suivante :

N = n. ncf / v. ncc

N     =     nombre d'organismes par unité de volume (n./ml)

n     =     nombre d'organismes dénombrés

ncf   =     nombre de champs sur la surface efficace du filtre = 19290

ncc   =     nombre de champs observés

v      =      volume d'eau filtré (ml).

Comptage

Les comptages ont été faits dans les minutes qui suivaient la filtration pour les comptages en mer et dans les minutes qui suivaient la décongélation pour les comptages faits de retour à terre. Le liquide de montage utilisé en mer était l'huile d'immersion Cargille type B car sa forte viscosité empêche les cellules de bouger avec les mouvements du bateau. A terre on a utilisé indifféremment l'huile Cargille type B, le liquide de montage Sigma ou l'huile à immersion Merck 4699. Ces trois produits de montage donnent en effet des résultats de comptage identiques pour le plancton autofluorescent.

A PROPPAC 03 et 04, les échantillons de 10 ml d'eau ont été conservés dans du formol à 2 % (en volume/volume) et placés à 4°C. On a compté les Eubactéries à bord du bateau par la technique à l'Acridine orange (AODC : Acridine Orange Direct Counting) de HOBBIE et al. (1977). Les aggrégats de bactéries présents dans 1-2 ml d'eau, ont été brisés en faisant passer les échantillons dans une seringue hypodermique 26 G avant la coloration à l'Acridine orange (concentration finale de 0,001% , 3 minutes) et en les filtrant ensuite sur un filtre Nuclepore en polycarbonate de 13 mm (0.2 microns). L'observation des Bactéries s'est faite en microscopie à épifluorescence avec un grossissement de 1560 fois et le nombre minimum de cellules comptées était de 200. On a distingué sept types de cellules en fonction de leur forme et les dimensions de ces cellules ont été déterminées avec un réticule gradué placé dans l'oculaire et préalablement étalonné avec un micromètre-objet.

Références

HOBBIEJ.E., DALEY RJ. and JASPER S., 1977 - The use of Nuclepore filters for counting bacteria by fluorescence microscopy. Applied Environmental Microhiology, 33 : 1225-1228.

Production Primaire :

Prélévements

Les échantillons ont été prélevés sur 9 niveaux (PROPPAC 1 à 3) ou sur 12 niveaux (PROPPAC 4) à l’aide de la rosette de bouteilles Niskin de 5 l vers 5 h du matin. Les flacons en verre de norme BOD de 300 ml, destinés aux mesures de la production étaient lavés tous les jours avec HCl 0.5 N  ou 1 N, puis rincés 2 fois à l’eau déminéralisée, et une fois à l’eau bidistillée.

Source de ¹⁴C

La solution de marquage NaH ¹⁴CO₃ (CEA) a été préparée avec de l'eau bidistillée additionnée de 0,3 g/l de carbonate de sodium (FITZWATER et al., 1982). Cette solution contenait environ 8 micro-Ci de ¹⁴C par ml. Elle a été divisée en autant de fractions qu'il y avait de journées de production prévues au cours de la campagne, puis congelée.

Incubations

Après addition d' 1 ml de solution de ¹⁴C par échantillon, les flacons ont été placés en incubation in situ vers 7h du matin sur une ligne lestée. Divers réplicats ont été réalisés :

-   2 ou 3 échantillons par jour collectés systématiquement, enrichis puis filtrés juste après la mise à l'eau de la ligne d'incubation, ont servi à déterminer le bruit de fond et la quantité de ¹⁴C adsorbée par les particules présentes dans l'échantillon et le filtre lui-même.

-Un ou plusieurs échantillons par jour, placés en incubation in situ à l'obscurité (dans des chaussettes opaques à la lumière), en particulier vers le bas de la couche euphotique.

-Un ou plusieurs échantillons, placés en incubation en duplicat pour déterminer la reproductibilité des mesures.

En plus des incubations longues de l'aube au crépuscule, diverses expériences de courte durée ont été réalisées in situ, soit de 7h à midi (PROPPAC 03 et 04). soit de 13h à 14h ou 15h (PROPPAC 04).

Filtration

A la fin de l'incubation, les échantillons étaient immédiatement filtrés sur filtres GF/F (25 mm). Les filtres sont aussitôt rincés avec une dizaine de ml d'eau de mer filtrée, puis congelés.

Comptage

Après décongélation, les filtres ont reçu 100 micro-l d'HCl 0,5 N, puis ont été sèchés à 50°C pendant 24h, puis plongés dans 5 ml de liquide scintillant Packard, ou préparé au laboratoire (Toluène + PPO +POPOP). La quantité de ¹⁴C introduite par échantillon a été déterminée en comptant le nombre de CPM (coups par minute) produits par 50 micro-l de solution de marquage dans 5 ml d'Aquasol. Les filtres ont été comptés 2 fois 3 minutes, et la quantité introduite, mesurée sur une dizaine de réplicats comptés 2 fois 30 secondes.

Calculs

P=A(R-T)/QΔt

P :Production primaire (mgm3/h)

A :CO2 présent, soit 25 mg/l

R :CPM échantillon après incubation

T :CPM échantillon avant incubation

Q :CPM quantité introduite par échantillon

Δt : durée de l’incubation en h

Dans les tableaux, la production horaire a été multipliée par la durée de l'incubation (11h en moyenne) :elle représente donc la production journalière.

Références

FITZWATER S.E., KNAUER G.A. and MARTIN J.H., 1982 - Metal contamination and its effect on primary production measurement. Limnol. Oceanogr., 27 : 544-551.

Zooplancton

Prélèvements en traits verticaux avec des filets triples, coniques de 35 microns (section d'ouverture : 0.09 m2, longueur : 2.61 m) ou cylindro-coniques de 200 microns (filets WP-2, UNESCO, 1968). Le volume filtré est mesuré avec 2 débitmètres à chaque trait. Ces appareils ont été étalonnés en début de campagne.

Deux bouteilles Niskin de 30 l, accouplées, ont été utilisées pour la description de la distribution verticale.

Biomasse : exprimée en poids sec, obtenue sur des échantillons récoltés par un, deux ou trois filets, tamisés sur 200 ou 2000 microns selon le filet utilisé, rincés à l'eau douce et sèchés à 60°C. Conservation à -20°C jusqu'au retour à terre ; étuve 24h à 60°C, dessicateur et pesée (0.1 mg). Pour les bouteilles de 30 l, recueil des animaux sur soies de 35 et 200 microns et analyse du phosphore particulaire immédiatement après le prélèvement. Pour la fraction > 200 microns, un dénombrement des copépodes a été fait au préalable. Les effectifs de ce taxon, qui figurent sur les tableaux, sont rapportés au mètre-cube.

Le poids sec sans cendre est obtenu par combustion à 550°C pendant 1h30mn, des échantillons pesés précédemment pour la mesure du poids sec.

La composition élémentaire (C.N,P) est analysée sur des broyats de plancton réalisés à bord. Dilués dans de l'eau distillée, ces broyats sont mis dans des nacelles, sèchés à 60°C puis conservés à -20°C. La teneur du poids sec en phosphore est déterminée à terre par la méthode de MENZEL et CORWIN (1965), celle du carbone et de l'azote, avec un analyseur "CHN" Hewlett-Packard 185B (PROPPAC 01) ou Perkin-Elmer 2400 (PROPPAC 02 à 04). Le poids sec a été déterminé en utilisant une électrobalance Perkin-Elmer AD4, précise à 0,001 mg.

Les échantillons destinés à l'identification des principales entités taxonomiques ont été fixés au formol à 10 % neutralisé au borax. Les comptages à la loupe binoculaire ont été faits sur la totalité des échantillons de la fraction > 200 µm, à l'exception des copépodes dont le dénombrement n'a porté que sur une fraction obtenue à la poire (méthode de FRONTIER, 1972). La totalité des individus d'une même entité taxonomique a été pesé avec une électrobalance dans certains cas afin d'obtenir le poids sec individuel moyen. Pour ces échantillons, les détritus qui pouvaient être présents dans le prélèvement, ont été pesés à part. Les individus ou les détritus ont été recueillis sur des filtres Whatman GF/F de 25 mm prépesés, puis rincés avec une solution isotonique de formiate d'ammonium (68 g/l).

Les calculs des pourcentages pondéraux figurant sur les tableaux des résultats des comptages de zooplancton, ont été obtenus de la façon suivante :

% du taxon i = [100 (effectifs de i) (poids individuel de i)] / Σ_nⁱ, (effectifs de i) (poids individuels de i)]

La respiration et l'excrétion ont été déterminées sur des animaux mis en incubation dans des flacons de 1l (fraction 35-200 microns) ou 2 l (fractions 200-500 et 500-2000 microns), dans de l'eau filtrée sous pression sur 0,8 microns ou simplement tamisée sur une soie de 35 microns (stations 30 à 61 de PROPPAC 01, toutes stations de PROPPAC 02 et PROPPAC 03). Les expériences ont duré une vingtaine d'heures (la durée est indiquée sur les tableaux de résultats), à l'obscurité dans des bacs maintenus à température constante, soit par circulation d'eau de surface, soit avec une sonde réfrigérée et thermostatée. La quantité d'animaux mis en incubation est exprimée par leur poids sec, après recueil sur soie de 35 microns ou filtre en fibres de verre. Les quantités d'oxygène respiré ou d'azote et de phosphore excrété sont rapportées à 24h et à 1 mg de poids sec de plancton.

Références

UNESCO, 1968 - Zooplankton sampling. Monographs on oceanographic, methodology 2 : 174 pp.

FRONTIER S., 1972 - Calcul de l'erreur sur un comptage de zooplancton. J. Exp. Mar. Biol. Eco/., 8(2) : 121-132.

Pièges à sédiments

Ces dispositifs de prélèvement de particules en cours de sédimentation ont été mis à l'eau au cours de PROPPAC 04. La première série de pièges ayant été perdue lors de la première mise à l'eau, il a fallu gréer un système avec les pièces détachées. Un cadre de deux pièges de 1,3 l a donc été immergé à 200 m pendant 2.02 jours les 10-12 Novembre 1989, 2.38 jours les 17-19 et 4.19 jours les 20-24 novembre 1989. La fermeture de ces pièges a été assurée par un messager. Les mesures sur les particules recueillies ont porté sur la chlorophylle « a », les pigments chlorophylliens en HPLC, le carbone, l’azote et le phosphore particulaires. 

Le calcul de flux vertical descendant (Fs) de pigments, carbone, azote ou phosphore particulaires est le suivant :

                     Fs=(conc)*(v)/(s)*Δt  en mg/m²/j

(conc): concentration de l’élément dans le piège à la fin de l’expérience (mg/m³)

(v): volume du piège (m³)

(s):surface de l’ouverture du piège (m²)

Δt:durée de l’experience (jours)